Интерлейкин IL-1β стимулирует ревитализацию хрящевого матрикса назальными хондроцитами человека in vitro

Ревитализация децеллюляризированных или девитализированных матриксов для тканевой инженерии трахеи, как правило, предполагает заселение матрикса-носителя на основе донорской хрящевой ткани аутологичными клетками реципиента или аллогенными клетками в условиях длительного культивирования. Цель работы – изучить эффективность колонизации девитализированных матриксов на основе естественной хрящевой ткани трахеи человека назальными хондроцитами человека при добавлении к питательной среде провоспалительного цитокина Интерлейкин-1-бета (IL-1β). Материалы и методы. Матриксы-носители для тканевой инженерии трахеи получали на основе естественной хрящевой ткани трахеи человека методом девитализации и лазерного травления. Ревитализацию матриксов проводили путем заселения назальных хондроцитов человека. Гистологическое исследование проводили после окрашивания гематоксилином и сафранином-О с дальнейшей микроскопией на световом микроскопе Nikon Eclipse L200. Рентгеновская микротомография выполнялась на аппарате Phoenix nanotom m. Электронная микроскопия проводилась на установке Nova NanoSEM 230. Результаты. Выявлено статистически значимое увеличение интенсивности колонизации назальными хондроцитами (p = 0,0008) и стимулирование их миграционной активности (p < 0,0001) в присутствии IL-1β по сравнению с контрольными группами. Выводы. Добавление провоспалительного цитокина IL-1β в концентрации 1 мкг/мл к питательной среде способствует объемному заселению девитализированного хрящевого матрикса назальными хондроцитами человека, позволяя создавать высокоревитализированные материалы для тканевой инженерии трахеи.

витализация, воспаление, интерлейкин‑1‑бета (ИЛ‑1β), клетки, лазерное травление, ревитализация, тканевая инженерия, физиологическая совместимость, хондроциты, хрящевой матрикс

1. Барановский ДС, Демченко АГ, Оганесян РВ, Лебедев ГВ, Берсенева ДА, Балясин МВ и др. Получение бесклеточного матрикса хряща трахеи для тканеинженерных конструкций. Вестник Российской академии медицинских наук. 2017; 72 (4): 254–260. doi: 10.15690/vramn723.

2. Куевда ЕВ, Губарева ЕА, Сотниченко АС, Гуменюк ИС, Гилевич ИВ, Поляков ИС и др. Опыт перфузионной рецеллюляризации биологического каркаса легких крысы. Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2016; 18 (1): 38–44. doi: 10.15825/1995-1191-2016-1-38-44.

3. Люндуп АВ, Демченко АГ, Тенчурин ТХ, Крашенинников МЕ, Клабуков ИД, Шепелев АД и др. Повышение эффективности заселения биодеградируемых матриксов стромальными и эпителиальными клетками при динамическом культивировании. Гены и клетки. 2016; 11 (3): 102–107.

4. Bourgine PE, Gaudiello E, Pippenger B, Jaquiery C, Klein T, Pigeot S et al. Engineered extracellular matrices as biomaterials of tunable composition and function. Adv Funct Mater. 2017; 27 (7): 1605486. doi: 10.1002/adfm.201605486.

5. Lammi MJ, Piltti J, Prittinen J, Qu C. Challenges in Fabrication of Tissue-Engineered Cartilage with Correct Cellular Colonization and Extracellular Matrix Assembly. Int J Mol Sci. 2018; 19 (9): 2700. doi: 10.3390/ijms19092700.

6. Smajic J, Tupkovic LR, Husic S, Avdagic SS, Hodzic S, Imamovic S. Systemic inflammatory response syndrome in surgical patients. Med Arch. 2018; 72 (2): 116–119. doi: 10.5455/medarh.2018.72.116-119.

7. Iwamoto M, Koike T, Nakashima K, Sato K, Kato Y. Interleukin 1: a regulator of chondrocyte proliferation. Immunol Lett. 1989; 21 (2): 153–156. doi: 10.1016/01652478(89)90052-7.

8. Simsa-Maziel S, Monsonego-Ornan E. Interleukin-1β promotes proliferation and inhibits differentiation of chondrocytes through a mechanism involving down-regulation of FGFR-3 and p21. Endocrinology. 2012; 153 (5): 2296–2310. doi: 10.1210/en.2011-1756.

9. Mumme M, Scotti C, Papadimitropoulos A, Todorov A, Hoffmann W, Bocelli-Tyndall C et al. Interleukin-1β modulates endochondral ossification by human adult bone marrow stromal cells. Eur Cell Mater. 2012; 24: 224–236. doi: 10.22203/eCM.v024a16.

10. Joos H, Albrecht W, Laufer S, Reichel H, Brenner RE. IL-1β regulates FHL2 and other cytoskeleton-related genes in human chondrocytes. Mol Med. 2008; 14 (3–4): 150–159. doi: 10.2119/2007-00118.Joos.

11. Chowdhury TT, Appleby RN, Salter DM, Bader DA, Lee DA. Integrin-mediated mechanotransduction in IL1β stimulated chondrocytes. Biomech Model Mechanobiol. 2006; 5 (2–3): 192. doi: 10.1007/s10237-0060032-3.

12. Bader DL, Salter DM, Chowdhury TT. Biomechanical influence of cartilage homeostasis in health and disease. Arthritis. 2011; 2011: 979032. doi: 10.1155/2011/979032

13. Preiss DS, Meyle J. Interleukin-1β concentration of gingival crevicular fluid. J Periodontol. 1994; 65 (5): 423–428. doi: 10.1902/jop.1994.65.5.423.

14. Bielemann AM, Marcello-Machado RM, Leite FRM, Martinho FC, Chagas-Júnior OL, Del Bel Cury AA et al. Comparison between inflammation-related markers in peri-implant crevicular fluid and clinical parameters during osseointegration in edentulous jaws. Clin Oral Investig. 2018; 22 (1): 531–543. doi: 10.1007/s00784017-2169-0.

15. Lillie RD. HJ Conn’s Biological Stains. 9th ed. Baltimore: Williams & Wilkins; 1977.

16. Grogan SP, Barbero A, Winkelmann V, Rieser F, Fitzsimmons JS, O’Driscoll S et al. Visual Histological Grading System for the Evaluation of in vitro-Generated Neocartilage. Tissue Eng. 2006; 12 (8): 2141–2149. doi: 10.1089/ten.2006.12.2141.

17. Akanji OO, Sakthithasan P, Salter DM, Chowdhury TT. Dynamic compression alters NFκB activation and IκB-α expression in IL-1β-stimulated chondrocyte/agarose constructs. Inflamm Res. 2010; 59 (1): 41–52. doi: 10.1007/s00011-009-0068-9.

18. Smith DW, Gardiner BS, Zhang L, Grodzinsky AJ. Cartilage Tissue Homeostasis. Articular Cartilage Dynamics. Singapore: Springer; 2019: 65–243. doi: 10.1007/978981-13-1474-2_2.

19. Goldring MB, Birkhead JR, Suen LF, Yamin R, Mizuno S, Glowacki J et al. Interleukin-1 beta-modulated gene expression in immortalized human chondrocytes. J Clin Invest. 1994; 94 (6): 2307–2316. doi: 10.1172/JCI117595.