Сравнительное исследование процесса хондрогенной дифференцировки мезенхимальных стромальных клеток, выделенных из разных источников

Введение. В качестве альтернативы аутохондротрансплантации рассматриваются варианты замены хондроцитов на мезенхимальные стромальные клетки (МСК), которые присутствуют во всех органах и тканях человеческого организма и обладают мультилинейным потенциалом дифференцировки. В ряде исследований показано, что способность к хондрогенной дифференцировке МСК из разных тканей различается, однако работы, посвященные данному вопросу, единичны и противоречивы. В соответствии с этическими принципами и технической простотой получения наиболее привлекательными для тканевой инженерии источниками МСК представляются жировая ткань, Вартонов студень пуповины (строма) и пульпа зуба.

Целью настоящего исследования было сравнение хондрогенного потенциала МСК, выделенных из жировой ткани, Вартонова студня пуповины и пульпы молочного зуба человека, при культивировании в составе микросфер (пеллет).

Материалы и методы. Фенотип первичных культур МСК исследовали методом проточной микроскопии. Хондрогенную дифференцировку проводили при 3D-культивировании в составе микросфер в присутствии TGFβ1 в течение двух недель при стандартных условиях. В качестве положительного контроля использовали хондробласты человека. Жизнеспособность клеток определяли методом флуоресцентного окрашивания. Морфологическое исследование проводили с использованием гистологических и иммуногистохимических методов окрашивания.

Результаты. Культуры МСК из всех источников обладали сходным фенотипом CD29+, CD34–, CD44+, CD49b+, CD45–, CD73+, CD90+, HLADR. В составе микросфер визуализировались лишь единичные мертвые клетки в массе живых. Значительная продукция внеклеточного матрикса (ВКМ) отмечалась в микросферах из хондробластов и жировой ткани, тогда как в микросферах из МСК пульпы зуба и стромы пуповины выраженной наработки ВКМ не обнаружили. Среди МСК наибольшую наработку коллагена и гликозаминогликанов (ГАГ) в ВКМ наблюдали в микросферах из МСК жировой ткани, а наименьшую – в микросферах из МСК пульпы зуба.

Заключение. Гистологический анализ всех микросфер через 14 суток культивирования в хондрогенной среде выявил признаки дифференцировки в хондрогенном направлении, прогрессивное увеличение продуцируемого клетками ВКМ и присутствие в нем общего коллагена и ГАГ. Из всех исследованных МСК наибольшим хондрогенным потенциалом in vitro (интенсивность наработки компонентов ВКМ) обладают МСК жировой ткани.

1. Caddeo S, Boffito M, Sartori S. Tissue Engineering Approaches in the Design of Healthy and Pathological in vitroTissue Models. Front Bioeng Biotechnol. 2017; 5: 40. doi: 10.3389/fbioe.2017.00040.

2. Kristjánsson B, Honsawek S. Mesenchymal stem cells for cartilage regeneration in osteoarthritis. World J Orthop. 2017; 8 (9): 674–680. doi: 10.5312/wjo.v8.i9.674.

3. Rai V, Dilisio MF, Dietz NE, Agrawal DK. Recent strategies in cartilage repair: A systemic review of the scaffold development and tissue engineering. J Biomed Mater Res A. 2017; 105 (8): 2343–2354. doi: 10.1002/jbm.a.36087.

4. Surguchenko VA, Ponomareva AS, Kirsanova LA, Skaleckij NN, Sevastianov VI. The cell-engineered construct of cartilage on the basis of biopolymer hydrogel matrix and human adipose tissue-derived mesenchymal stromal cells (in vitrostudy). J Biomed Mater Res. Part A. 2015; 103A (2): 463–470. doi: 10.1002/jbm.a.35197.

5. Shafiee A, Kabiri M, Langroudi L, Soleimani M, Ai J. Evaluation and comparison of the in vitrocharacteristics and chondrogenic capacity of four adult stem/progenitor cells for cartilage cell-based repair. J Biomed Mater Res A. 2016; 104 (3): 600–610. doi: 10.1002/jbm.a.35603.

6. Kohli N, Wright KT, Sammons RL, Jeys L, Snow M, Johnson WE. An in vitroComparison of the Incorporation, Growth, and Chondrogenic Potential of Human Bone Marrow versus Adipose Tissue Mesenchymal Stem Cells in Clinically Relevant Cell Scaffolds Used for Cartilage Repair. Cartilage. 2015; 6 (4): 252–263. doi: 10.1177/1947603515589650.

7. Ullah M, Hamouda H, Stich S, Sittinger M, Ringe J. A reliable protocol for the isolation of viable, chondrogenically differentiated human mesenchymal stem cells from high-density pellet cultures. Biores Open Access. 2012; 1 (6): 297–305. doi: 10.1089/biores.2012.0279.

8. Huang L, Yi L, Zhang C, He Y, Zhou L, Liu Y et al. Synergistic Effects of FGF-18 and TGF-β3 on the Chondrogenesis of Human Adipose-Derived Mesenchymal Stem Cells in the Pellet Culture. Stem Cells Int. 2018; 2018: 7139485. doi: 10.1155/2018/7139485.

9. Babur BK, Ghanavi P, Levett P, Lott WB, Klein T, Cooper-White JJ et al. The interplay between chondrocyte redifferentiation pellet size and oxygen concentration. PLoS One. 2013; 8 (3): e58865. doi: 10.1371/journal.pone.0058865.

10. Huang S, Song X, Li T, Xiao J, Chen Y, Gong X et al. Pellet coculture of osteoarthritic chondrocytes and infrapatellar fat pad-derived mesenchymal stem cells with chitosan/hyaluronic acid nanoparticles promotes chondrogenic differentiation. Stem Cell Res Ther. 2017; 8 (1): 264. doi: 10.1186/s13287-017-0719-7.

11. Fickert S, Gerwien P, Helmert B, Schattenberg T, Weckbach S, Kaszkin-Bettag M, Lehmann L. One-Year Clinical and Radiological Results of a Prospective, Investigator-Initiated Trial Examining a Novel, Purely Autologous 3-Dimensional Autologous Chondrocyte Transplantation Product in the Knee. Cartilage. 2012; 3 (1): 27–42. doi: doi: 10.1177/1947603511417616.

12. Dominici M, Le Blanc K, Mueller I, Slaper-Cortenbach I, Marini F, Krause D et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. The International Society for Cellular Therapy position statement. Cytotherapy. 2006; 8 (4): 315–317. doi: 10.1080/14653240600855905.

13. Lewis MC, MacArthur BD, Tare RS, Oreffo RO, Please CP. Extracellular Matrix Deposition in Engineered Micromass Cartilage Pellet Cultures: Measurements and Modelling. PLoS One. 2016; 11 (2): e0147302. doi: 10.1371/journal.pone.0147302.

14. Sevastianov VI, Basok YB, Grigor’ev AM, Kirsanova LA, Vasilets VN. Formation of Tissue-Engineered Construct of Human Cartilage Tissue in a Flow-Through Bioreactor. Bull Exp Biol Med. 2017; 164 (2): 269–273. doi: 10.1007/s10517-017-3971-z.

15. Körsmeier K, Claßen T, Kamminga M, Rekowski J, Jäger M, Landgraeber S. Arthroscopic three-dimensional autologous chondrocyte transplantation using spheroids for the treatment of full-thickness cartilage defects of the hip joint. Knee Surg Sports Traumatol Arthrosc. 2016; 24 (6): 2032–2037. doi: 10.1007/s00167-014-3293-x.

16. Shimizu M, Matsumoto T, Kikuta S, Ohtaki M, Kano K, Taniguchi H et al. Transplantation of dedifferentiated fat cell-derived micromass pellets contributed to cartilage repair in the rat osteochondral defect model. J Orthop Sci. 2018; 23 (4): 688–696. doi: 10.1016/j.jos.2018.03.001.

17. Zajdel A, Kałucka M, Kokoszka-Mikołaj E, Wilczok A. Osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells from adipose tissue and Wharton’s jelly of the umbilical cord. Acta Biochim Pol. 2017; 64 (2): 365–369. doi: 10.18388/abp.2016_1488.

18. White JL, Walker NJ, Hu JC, Borjesson D, Athanasiou KA. A comparison of bone marrow and cord blood mesenchymal stem cells for cartilage self-assembly. Tissue Eng Part A. 2018; 24 (15–16): 1262–1272. doi: 10.1089/ten.TEA.2017.0424.

19. Westin CB, Trinca RB, Zuliani C, Coimbra IB, Moraes ÂM. Differentiation of dental pulp stem cells into chondrocytes upon culture on porous chitosan-xanthan scaffolds in the presence of kartogenin. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2017; 80: 594–602. doi: 10.1016/j.msec.2017.07.005.

20. Fernandes TL, Shimomura K, Asperti A, Pinheiro CCG, Caetano HVA, Oliveira CRGCM et al. Development of a Novel Large Animal Model to Evaluate Human Dental Pulp Stem Cells for Articular Cartilage Treatment. Stem Cell Rev. 2018; 14 (5): 734–743. doi: 10.1007/s12015-018-9820-2.

21. Вавилова ТП. Биохимия тканей и жидкостей полостей рта: учебное пособие. М.: ГЭОТАР Медиа, 2008: 208.