Скаффолд на основе децеллюляризованной печени свиньи для поддержания жизнеспособности и функции островков Лангерганса

Создание биоинженерных конструкций поджелудочной железы (ПЖ) на основе скаффолдов из децеллюляризованных тканей и островков Лангерганса (ОЛ) может позволить пролонгировать функциональную активность трансплантированных ОЛ больным сахарным диабетом I типа. Цель: исследование in vitro влияния скаффолда из фрагментов децеллюляризованной печени свиньи (СДПс) на жизнеспособность и инсулинпродуцирующую функцию изолированных ОЛ человека. Материалы и методы. Проводили гистологическое исследование полученного СДПс, количественное определение ДНК и исследование цитотоксического действия. ОЛ выделяли из фрагментов ПЖ человека, используя коллагеназную методику. Культивирование ОЛ в монокультуре (контрольная группа), в присутствии СДПс (опытная группа 1) или скаффолда из фрагментов децеллюляризованной ПЖ человека (СДПЖч) (опытная группа 2) проводили в стандартных условиях. Жизнеспособность ОЛ оценивали с помощью флуоресцентного окрашивания витальным красителем. Базальную и под нагрузкой глюкозой концентрации инсулина определяли методом иммуноферментного анализа. Результаты. Выбранный протокол децеллюляризации позволил сохранить в образцах СДПс основной состав и структуру внеклеточного матрикса ткани печени. Образцы не оказывали цитотоксического действия, а остаточное количество ДНК в скаффолде не превышало 1,0%. ОЛ опытных групп не проявляли значительных признаков деструкции и фрагментации в течение 10 суток инкубации по сравнению с ОЛ контрольной группы. На 10-е сутки жизнеспособность ОЛ опытной группы 1 составила 64%, опытной группы 2 – 72%, а ОЛ контрольной группы – менее 20%. После первых суток культивирования концентрация инсулина в опытной группе 1 была выше на 29,0% по сравнению с контрольной группой, в опытной группе 2 – на 39,1%. Разница между концентрациями инсулина опытных групп 1 и 2 относительно контрольной группы на 10-е сутки эксперимента составила 124,8 и 150,9% соответственно. Под нагрузкой глюкозы концентрация инсулина в опытной группе 1 была выше в 1,7 раза, чем в контрольной группе, в опытной группе 2 – выше в 2,2 раза. Заключение. Полученный СДПс положительно влияет на жизнеспособность и инсулинпродуцирующую функцию ОЛ. При создании биоинженерной конструкции ПЖ СДПс может быть использован в качестве компонента, получаемого в достаточном количестве из доступного источника.

1. Ludwig B, Ludwig S, Steffen A, Saeger HD, Bornstein SR. Islet versus pancreas transplantation in type 1 diabetes: Competitive or complementary? Curr Diab Rep. 2010; 10 (6): 506–511. doi: 10.1007/s11892-010-0146-y. PMID: 20830612.

2. Abadpour S, Wang C, Niemi EM, Scholz H. Tissue Engineering Strategies for Improving Beta Cell Transplantation Outcome. Curr Transpl Rep. 2021; 8 (3): 205–219. doi: 10.1007/s40472-021-00333-2.

3. Abualhassan N, Sapozhnikov L, Pawlick RL, Kahana M, Pepper AR, Bruni A et al. Lung-Derived Microscaffolds Facilitate Diabetes Reversal after Mouse and Human Intraperitoneal Islet Transplantation. PLoS One. 2016; 11 (5): e0156053. doi: 10.1371/journal.pone.0156053. PMID: 27227978; PMCID: PMC4881949.

4. Damodaran GR, Vermette P. Decellularized pancreas as a native extracellular matrix scaffold for pancreatic islet seeding and culture. J Tissue Eng Regen Med. 2018; 12 (5): 1230–1237. doi: 10.1002/term.2655. PMID: 29499099.

5. Napierala H, Hillebrandt KH, Haep N, Tang P, Tintemann M, Gassner J et al. Engineering an endocrine NeoPancreas by repopulation of a decellularized rat pancreas with islets of Langerhans. Sci Rep. 2017; 7: 41777. doi: 10.1038/srep41777. PMID: 28150744; PMCID: PMC5288794.

6. Orlando G, Farney AC, Iskandar SS, Mirmalek-Sani SH, Sullivan DC, Moran E et al. Production and implantation of renal extracellular matrix scaffolds from porcine kidneys as a platform for renal bioengineering investigations. Annals of Surgery. 2012; 256 (2): 363–370. doi: 10.1097/SLA.0b013e31825a02ab. PMID: 22691371.

7. Song JJ, Ott HC. Organ engineering based on decellularized matrix scaffolds. Trends Mol Med. 2011; 17 (8): 424–432. doi: 10.1016/j.molmed.2011.03.005. PMID: 21514224.

8. Mirmalek-Sani SH, Orlando G, McQuilling JP, Pareta R, Mack DL, Salvatori M et al. Porcine pancreas extracel lular matrix as a platform for endocrine pancreas bioengineering. Biomaterials. 2013; 34 (22): 5488–5495. doi: 10.1016/j.biomaterials.2013.03.054. PMID: 23583038; PMCID: PMC3680884.

9. Biomimetics of Extracellular Matrices for Cell and Tissue Engineered Medical Products / Ed. V.I. Sevastianov, Yu.B. Basok. Newcastle upon Tyne, UK: Cambridge Scholars Publishing, 2023; 339.

10. Lim LY, Ding SSL, Muthukumaran P, Teoh SH, Koh Y, Teo AKK. Tissue engineering of decellularized pancreas scaffolds for regenerative medicine in diabetes. Acta biomater. 2023; 157: 49–66. doi: 10.1016/j.actbio.2022.11.032. PMID: 36427686.

11. Wu D, Wan J, Huang Y, Guo Y, Xu T, Zhu M et al. 3d Culture of MIN-6 Cells on Decellularized Pancreatic Scaffold: in vitro and in vivo Study. Biomed Res Int. 2015; 2015: 432645. doi: 10.1155/2015/432645. PMID: 26688810; PMCID: PMC4672115.

12. Shapiro AM. Strategies toward single-donor islets of Langerhans transplantation. Curr Opin Organ Transplant. 2011; 16 (6): 627–631. doi: 10.1097 MOT.0b013e32834cfb84. PMID: 22068022; PMCID: PMC3268080.

13. Pepper AR, Gala-Lopez B, Ziff O, Shapiro AJ. Current status of clinical islet transplantation. World J Transplant. 2013; 3 (4): 48–53. doi: 10.5500/wjt.v3.i4.48. PMID: 24392308; PMCID: PMC3879523.

14. Yang W, Xia R, Zhang Y, Zhang H, Bai L. Decellularized liver scaffold for liver regeneration. Methods Mol Biol. 2018; 1577: 11–23. doi: 10.1007/7651_2017_53. PMID: 28856614.

15. Rossi EA, Quintanilha LF, Nonaka CKV, Souza BSF. Advances in hepatic tissue bioengineering with decellularized liver bioscaffold. Stem Cells Int. 2019; 2019: 2693189. doi: 10.1155/2019/2693189. PMID: 31198426; PMCID: PMC6526559.

16. Zhou P, Guo Y, Huang Y, Zhu M, Fan X, Wang L et al. The dynamic three-dimensional culture of islet-like clusters in decellularized liver scaffolds. Cell Tissue Res. 2016; 365 (1): 157–171. doi: 10.1007/s00441-015-2356-8. PMID: 26796204.

17. Xu T, Zhu M, Guo Y, Wu D, Huang Y, Fan X et al. Three-dimensional culture of mouse pancreatic islet on a liver-derived perfusion-decellularized bioscaffold for potential clinical application. J Biomater Appl. 2015; 30 (4): 379–387. doi: 10.1177/0885328215587610. PMID: 26006767.

18. Goh SK, Bertera S, Richardson T, Banerjee I. Repopulation of decellularized organ scaffolds with human pluripotent stem cell-derived pancreatic progenitor cells. Biomed Mater. 2023; 18 (2). doi: 10.1088/1748-605X/acb7bf. PMID: 36720168.

19. KhorsandiL,OrazizadehM,BijanNejadD,HeidariMoghadam A, Nejaddehbashi F, Asadi Fard Y. Spleen extracellular matrix provides a supportive microenvironment for β-cell function. Iran J Basic Med Sci. 2022; 25 (9): 1159–1165. doi: 10.22038/IJBMS.2022.65233.14360. PMID: 36246063; PMCID: PMC9526894.

20. Goldman O, Puchinsky D, Durlacher K, Sancho R, Ludwig B, Kugelmeier P et al. Lung Based Engineered Micro-Pancreas Sustains Human Beta Cell Survival and Functionality. Horm Metab Res. 2019; 51 (12): 805–811. doi: 10.1055/a-1041-3305. PMID: 31826275.

21. Crapo PM, Gilbert TW, Badylak SF. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 2011; 32 (12): 3233–3243. doi: 10.1016/j. biomaterials.2011.01.057. PMID: 21296410; PMCID: PMC3084613.

22. Sevastianov VI, Ponomareva AS, Baranova NV, Kirsanova LA, Basok YuB, Nemets EA et al. Decellularization of Human Pancreatic Fragments with Pronounced Signs of Structural Changes. Int J Mol Sci. 2022; 24 (1): 119. doi: 10.3390/ijms24010119.28. PMID: 36613557; PMCID: PMC9820198.

23. Кириллова АД, Басок ЮБ, Лажко АЭ, Григорьев АМ, Кирсанова ЛА, Немец ЕА, Севастьянов ВИ. Создание тканеспецифического микродисперсного матрикса из децеллюляризованной печени свиньи. Физика и химия обработки материалов. 2020; 4: 41–50.

24. ГОСТ ISO 10993-5-2011. Изделия медицинские. Оценка биологического действия медицинских изделий. Часть 5. Исследование на цитотоксичность: методы in vitro. М.: Стандартинформ, 2014; 9.

25. Daoud J, Heileman K, Shapka S, Rosenberg L, Tabrizian M. Dielectric spectroscopy for monitoring human pancreatic islet differentiation within cell-seeded scaffolds in a perfusion bioreactor system. Analyst. 2015; 140 (18): 6295–6305. doi: 10.1039/c5an00525f. PMID: 26280028.

26. Севастьянов ВИ, Басок ЮБ, Григорьев АМ, Кирсанова ЛА, Василец ВН. Применение технологии тканевой инженерии для формирования хрящевой ткани человека в проточном биореакторе. Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2017; 19 (3): 81–92. doi: 10.15825/1995-1191-2017-3-81-92.

27. Watanabe T, Sassi S, Ulziibayar A, Hama R, Kitsuka T, Shinoka T. The Application of Porous Scaffolds for Cardiovascular Tissues. Bioengineering (Basel). 2023; 10 (2): 236. doi: 10.3390/bioengineering10020236. PMID: 36829730; PMCID: PMC9952004.

28. Flores-Jiménez MS, Garcia-Gonzalez A, Fuentes-Aguilar RQ. Review on Porous Scaffolds Generation Process: A Tissue Engineering Approach. ACS Appl Bio Mater. 2023; 6 (1): 1–23. doi: 10.1021/acsabm.2c00740. PMID: 36599046.

29. Севастьянов ВИ, Григорьев АМ, Басок ЮБ, Кирсанова ЛА, Василец ВН, Малкова АП и др. Биосовместимые и матриксные свойства полилактидных губок. Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2018; 20 (2): 82–90. doi: 10.15825/1995-1191-2018-2-82-90.

30. Carriero VC, Di Muzio L, Petralito S, Casadei MA, Paolicelli P. Cryogel Scaffolds for Tissue-Engineering: Advances and Challenges for Effective Bone and Cartilage Regeneration. Gels. 2023; 9 (12): 979. doi: 10.3390/gels9120979. PMID: 38131965; PMCID: PMC10742915.

31. Ioch K, Lozinsky VI, Galaev IY, Yavriyanz K, Vorobeychik M, Azarov D et al. Functional activity of insulinoma cells (INS-1E) and pancreaTEC islets cultured in agarose cryogel sponges. J Biomed Mater Res A. 2005; 75 (4): 802–809. doi: 10.1002/jbm.a.30466. PMID: 16138321.

32. Lozinsky VI, Damshkaln LG, Bloch RO, Vardi P, Grinberg NV, Burova TV, Grinberg VYa. Cryostructuring of polymer systems. Preparation and characterization of supermacroporous (spongy) agarose-based cryogels used as three-dimensional scaffolds for culturing insulin-producing cell aggregates. J Appl Polym Sci. 2008; 108 (5): 3046–3062. doi: 10.1002/app.27908.

33. Saldin LT, Cramer MC, Velankar SS, White LJ, Badylak SF. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissues: Structure and function. Acta Biomater. 2017; 49: 1–15. doi: 10.1016/j.actbio.2016.11.068. PMID: 27915024; PMCID: PMC5253110.