Формирование монослоя эндотелиальных клеток на поверхности сосудистого протеза малого диаметра в условиях потока

Цель: создать клеточнозаселенный сосудистый протез малого диаметра с использованием аутологичных эндотелиальных клеток и белков внеклеточного матрикса и оценить эффективность формирования эндотелиального монослоя при прекондиционировании напряжением сдвига в сосудистом протезе малого диаметра.

Материалы и методы. Методом электроспиннинга из смеси полигидроксибутирата/валерата (PHBV) и поликапролактона (PCL) изготовлены PHBV/PCL-трубчатые каркасы протезов сосудов и модифицированы фибрином. Для заселения в протезы из крови пациентов с ишемической болезнью сердца выделили культуру эндотелиальных клеток. Фенотипирование культуры колониеформирующих эндотелиальных клеток (КФЭК) проводили методом проточной цитометрии и иммунофлуоресцентной микроскопии, также исследовали пролиферативную и ангиогенную активность клеток. Клеточнозаселенные сосудистые каркасы культивировали в установке пульсирующего потока с итоговым напряжением сдвига 2,85 дин/см². Влияние пульсирующего потока на формирование монослоя оценивали методами иммунофлуоресцентной, сканирующей электронной, атомной силовой микроскопии, полнотранскриптомным секвенированием.

Результаты. Под влиянием пульсирующего потока эндотелиальные клетки, заселенные в трубчатый каркас, продемонстрировали увеличение уровня экспрессии белков эндотелиального профиля, фокальной адгезии и цитоскелета. Выявлены преимущества культивирования клеточнозаселенных сосудистых протезов в условиях пульсирующего потока с напряжением сдвига 2,85 дин/см² в сравнении со статическими условиями, что отразилось на формировании устойчивой адгезии эндотелиальных клеток, а также цитоскелетных перестройках. Полнотранскриптомное секвенирование показало, что напряжение сдвига индуцировало повышение уровня экспрессии дифференциально экспрессируемых генов, кодирующих белки, обеспечивающие развитие сосудов, целостность эндотелия, эндотелиальный метаболизм. Разработан протокол изготовления персонифицированного клеточнозаселенного биодеградируемого сосудистого протеза малого диаметра в условиях пульсирующего потока.

Заключение. Использование аутологичных фибрина и культуры КФЭК и прекондиционирование напряжением сдвига позволяют получить персонифицированный клеточнозаселенный сосудистый протез малого диаметра с непрерывным функциональным эндотелиальным монослоем, адаптированным к потоку.

1. Song HG, Rumma RT, Ozaki CK, Edelman ER, Chen CS. Vascular Tissue Engineering: Progress, Challenges, and Clinical Promise. Cell Stem Cell. 2018; 22 (3): 340–354. doi: 10.1016/j.stem.2018.02.009.

2. Mallis P, Kostakis A, Stavropoulos-Giokas C, Michalopoulos E. Future Perspectives in Small-Diameter Vascular Graft Engineering. Bioengineering. 2020; 7 (4): 160. doi: 10.3390/bioengineering7040160.

3. Ardila DC, Liou JJ, Maestas D, Slepian MJ, Badowski M, Wagner WR et al. Surface Modification of Electrospun Scaffolds for Endothelialization of Tissue-Engineered Vascular Grafts Using Human Cord Blood-Derived Endothelial Cells. J Clin Med. 2019; 8 (2): 185. doi: 10.3390/jcm8020185.

4. Braghirolli DI, Helfer VE, Chagastelles PC, Dalberto TP, Gamba D, Pranke P. Electrospun scaffolds functionalized with heparin and vascular endothelial growth factor inctease the proliferation of endothelial progenitor cells. Biomed Mater. 2017; 12 (2): 025003. doi: 10.1088/1748-605X/aa5bbc.

5. Антонова ЛВ, Севостьянова ВВ, Кутихин АГ, Великанова ЕА, Матвеева ВГ, Глушкова ТВ и др. Влияние способа модифицирования трубчатого полимерного матрикса биомолекулами bFGF, SDF-1α и VEGF на процессы формирования in vivo тканеинженерного кровеносного сосуда малого диаметра. Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2018; 20 (1): 96–109. doi: 10.15825/1995-1191-2018-1-96-109.

6. Ando J, Yamamoto K. Effects of shear stress and stretch on endothelial function. Antioxid Redox Signal. 2011; 15 (5): 1389–1403. doi: 10.1089/ars.2010.3361.

7. Chien S. Mechanotransduction and endothelial cell homeostasis: the wisdom of the cell. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2007; 292 (3): H1209-24. doi: 10.1152/ajpheart.01047.2006.

8. Bilodeau K, Mantovani D. Bioreactors for tissue engineering: focus on mechanical constraints. A comparative review. Tissue Eng. 2006; 12 (8): 2367–2383. doi: 10.1089/ten.2006.12.2367.

9. Plein A, Fantin A, Denti L, Pollard J, Ruhrberg C. Erythromieloid progenitors contribute endothelial cells to blood vessels. Nature. 2018; 562 (7726): 223–228. doi: 10.1038/s41586-018-0552-x.

10. Lin Y, Weisdorf DJ, Solovey A, Hebbel RP. Origins of circulating endothelial cells and endothelial outgrowth from blood. J Clin Invest. 2000; 105 (1): 71–77. doi: 10.1172/JCI8071.

11. Estes ML, Mund JA, Ingram DA, Case J. Identification of endothelial cells and progenitor cell subsets in human peripheral blood. Curr Protoc Cytom. 2010; 52 (1): 9.33.1–9.33.11. doi: 10.1002/0471142956.cy0933s52.

12. Lee PS, Poh KK. Endothelial progenitor cells in cardiovascular diseases. World J Stem Cells. 2014; 6 (3): 355–366. doi: 10.4252/wjsc.v6.i3.355.

13. Krawiec JT, Liao HT, Lily Kwan LY, D’Amore A, Weinbaum JS, Rubin JP et al. Evaluation of the stromal vascular fraction of adipose tissue as the basis for a stem cell-based tissue-engineered vascular graft. J Vasc Surg. 2017; 66 (3): 883–890.e1. doi: 10.1016/j.jvs.2016.09.034.

14. Luo J, Qin L, Zhao L, Gui L, Ellis VW, Huang Y et al. Tissue-engineered vascular grafts with advanced mechanical strength from human iPSCs. Cell Stem Cell. 2020; 26 (2): 251–261.e8. doi: 10/1016/j.stem.2019.12.012.

15. Fukunishi T, Best CA, Ong CS, Groehl T, Reinhardt J, Yi T et al. Role of Bone Marrow Mononuclear Cell Seeding for Nanofiber Vascular Grafts. Tissue Engineering Part A. 2018; 24 (1–2): doi: 10.1089/ten.TEA.2017.0044.

16. Matveeva VG, Khanova MYu, Sardin ES, Antonova LV, Barbarash OL. Endovascular Interventions Permit Isolation of Endothelial Colony-Forming Cells from Peripheral Blood. Int J Mol Sci. 2018; 19 (11): 3453. doi: 10.3390/ijms19113453.

17. Aper T, Kolster M, Hilfiker A, Teebken OE, Haverich A. Fibrinogen Preparations for Tissue Engineering Approaches. J Bioengineer & Biomedical Sci. 2012; 2 (3): 115. doi: 10.4172/2155-9538.1000115.

18. Великанова ЕА, Кутихин АГ, Матвеева ВГ, Тупикин АЕ, Кабилов МР, Антонова ЛВ. Сравнение профиля генной экспрессии колониеформирующих эндотелиальных клеток из периферической крови человека и эндотелиальных клеток коронарной артерии. Комплексные проблемы сердечно-сосудистых заболеваний. 2020; 9 (2): 74–81. doi: 10.17802/2306-1278-2020-9-2-74-81.

19. Chien S. Mechanotransduction and endothelial cell homeostasis: the wisdom of the cell. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 2007; 292 (3): H1209-24. doi: 10.1152/ajpheart.01047.2006.

20. Davies PF. Hemodynamic shear stress and the endothelium in cardiovascular pathophysiology. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 2009; 6 (1): 16–26. doi: 10.1038/ncpcardio1397.

21. Tzima E, Irani-Tehrani M, Kiosses WB, Dejana E, Schultz DA, Engelhardt B et al. A mechanosensory complex that mediates the endothelial cell response to fluid shear stress. Nature. 2005; 437 (7057): 426–431. doi: 10.1038/nature03952.

22. Nayak L, Lin Z, Jain MK. «Go With the Flow»: How Krüppel-Like Factor 2 Regulates the Vasoprotective Effects of Shear Stress. Antioxidants & Redox Signaling. 2011; 15 (5): 1449–1461. doi: 10.1089/ars.2010.3647.

23. Yazdani SK, Tillman BW, Berry JL, Soker S, Geary RL. The fate of an endothelium layer after preconditioning. J Vasc Surg. 2010; 51 (1): 174–183. doi: 10.1016/j.jvs.2009.08.074.

24. Melchiorri AJ, Bracaglia LG, Kimerer LK, Hibino N, Fisher JP. In Vitro Endothelialization of Biodegradable Vascular Grafts Via Endothelial Progenitor Cell Seeding and Maturation in a Tubular Perfusion System Bioreactor. Tissue Eng Part C Methods. 2016; 22 (7): 663–670. doi: 10.1089/ten.TEC.2015.0562.

25. Tondreau MY, Laterreur V, Gauvin R, Vallières K, Bourget JM, Lacroix D et al. Mechanical properties of endothelialized fibroblast-derived vascular scaffolds stimulated in a bioreactor. Acta Biomater. 2015; 18: 176–185. doi: 10.1016/j.actbio.2015.02.026.

26. Liu J-X, Yan Z-P, Zhang Y-Y, Wu J, Liu X-H, Zeng Y. Hemodynamic shear stress regulates the transcriptional expression of heparan sulfate proteoglycans in human umbilical vein endothelial cell. Cell Mol Biol. 2016; 62 (8): 28–34. doi: 10.14715/cmb/2016.62.8.5.

27. Zhou J, Li Y-S, Chien S. Shear stress-initiated signaling and its regulation of endothelial function. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 2014; 34 (10): 2191–2198. doi: 10.1161/ATVBAHA.114.303422.

28. Davies PF. Hemodynamic shear stress and the endothelium in cardiovascular pathophysiology. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 2009; 6 (1): 16–26. doi: 10.1038/ncpcardio1397.

29. Tzima E. Role of small GTPases in endothelial cytoskeletal dynamics and the shear stress response. Circ Res. 2006; 98 (2): 176–185. doi: 10.1161/01.RES.0000200162.94463.d7.

30. Burridge K, Wittchen ES. The tension mounts: Stress fibers as force-generating mechanotransducers. J Cell Biol. 2013; 200 (1): 9–19. doi: 10.1083/jcb.201210090.

31. Murphy KN, Brinkworth AJ. Manipulation of Focal Adhesion Signaling by Pathogenic Microbes. Int J Mol Sci. 2021; 22 (3): 1358. doi: 10.3390/ijms22031358.

32. Wozniak MA, Modzelewska K, Kwong L, Keely PJ. Focal adhesion regulation of cell behavior. Biochim Biophys Acta. 2004; 1692 (2–3): 103–119. doi: 10.1016/j.bbamcr.2004.04.007.

33. Parsons JT, Horwitz AR, Schwartz MA. Cell adhesion: integrating cytoskeletal dynamics and cellular tension. Nat Rev Mol Cell Biol. 2010; 11 (9): 633–643. doi: 10.1038/nrm2957.

34. Kanchanawong P, Shtengel G, Pasapera AM, Ramko EB, Davidson MW, Hess HF, Waterman CM. Nanoscale architecture of integrin-based cell adhesions. Nature. 2010; 468 (7323): 580–584. doi: 10.1038/nature09621.