Лимфоцитарная РНК стимулирует физиологическую регенерацию и микроциркуляцию в щитовидной железе

Цель: определить характер регуляторного воздействия лимфоцитарной экзогенной РНК на регенерацию щитовидной железы.

Материалы и методы. Работа выполнена на 18 крысах-самцах породы Wistar массой тела 310–350 г (3 группы по 6 крыс в каждой группе). Группа 1 – интактные крысы; группа 2 – контрольные (6 недель физической нагрузки), группа 3 – подопытные (6 недель физической нагрузки + инъекции РНК). Суммарную РНК, выделенную из селезенки 30-дневной свиньи, вводили 4 раза по 30 мкг/100 г веса, 1 раз в неделю. Фолликулярный эпителий и сосуды оценивали с помощью морфометрии, содержание VEGF определяли иммуногистохимически с использованием специфических антител, функциональное состояние микроциркуляторного русла в щитовидной железе оценивали методом лазерной флоуметрии.

Результаты. После введения РНК на 16% увеличилась относительная масса щитовидной железы, в 1,5 раза увеличилась площадь фолликулярного эпителия, в 2 раза – площадь сосудистого русла, содержание VEGF увеличилось в 2,5 раза по сравнению с интактными крысами, интенсивность микроциркуляции увеличилась на 64%, коэффициент сопротивления току крови снизился на 21%.

Заключение. Введение морфогенетически активной суммарной РНК в условиях повышенного кислородного запроса способствует развитию реге- нерационной гипертрофии железистого эпителия и усиливает микроциркуляцию в щитовидной железе.

1. Kusakabe T, Kawaguchi A, Hoshi N, Kawaguchi R, Hoshi S, Kimura S. Thyroid-specific enhancer-binding protein/NKX2.1 is required for the maintenance of ordered architecture and function of the differentiated thyroid. Mol Endocrinol. 2006 Aug; 20 (8): 1796–1809. doi: 10.1210/me.2005-0327.

2. Iwadate M, Takizawa Y, Shirai YT, Kimura S. An in vivo model for thyroid regeneration and folliculogenesis. Lab Invest. 2018 Sep; 98 (9): 1126–1132. doi: 10.1038/s41374-018-0068-x.

3. Ozaki T, Matsubara T, Seo D, Okamoto M, Nagashima K, Sasaki Y et al. Thyroid regeneration: characterization of clear cells after partial thyroidectomy. Endocrinology. 2012 May; 153 (5): 2514–2525. doi: 10.1210/en.2011-1365.

4. Dumont J, Lamy F, Roger P, Maenhaut C. Physiological and pathological regulation of thyroid cell proliferation and differentiation by thyrotropin and others. Physiol Rev. 1992 Jul; 72 (3): 667–697. doi: 10.1152/physrev.1992.72.3.667.

5. Криштоп ВВ, Румянцева ТА, Никонорова ВГ. Особенности морфологии щитовидной железы при церебральной гипоперфузии в комплексе с кратковременной физической нагрузкой у крыс с различными результатами в лабиринте Морриса. Вестник Волгоградского государственного медицинского университета. 2021; 78 (2): 103–107. doi: 10.19163/1994-9480-2021-2(78)-103-107.

6. Kimura H, Davies TF. Thyroid-specific T cells in the normal Wistar rat. I. Characterization of lymph node T cell reactivity to syngeneic thyroid cells and thyroglobulin. Clin Immunol Immunopathol. 1991 Feb; 58 (2): 181–194. doi: 10.1016/0090-1229(91)90135-w.

7. Kimura H, Davies TF. Thyroid-specific T cells in the normal Wistar rat. II. T cell clones interact with cloned Wistar rat thyroid cells and provide direct evidence for autoantigen presentation by thyroid epithelial cells. Clin Immunol Immunopathol. 1991 Feb; 58 (2): 195–206. doi: 10.1016/0090-1229(91)90136-x.

8. Sugihara S, Fujiwara H, Shearer GM. Autoimmune thyroiditis induced in mice depleted of particular T cell subsets. Characterization of thyroiditis-inducing T cell lines and clones derived from thyroid lesions. J Immunol. 1993 Jan 15; 150 (2): 683–694.

9. Zha B, Huang X, Lin J, Liu J, Hou Y, Wu G. Distribution of lymphocyte subpopulations in thyroid glands of human autoimmune thyroid disease. J Clin Lab Anal. 2014 May; 28 (3): 249–254. doi: 10.1002/jcla.21674.

10. Yu S, Fang Y, Sharav T, Sharp GC, Braley-Mullen H. CD8+ T cells induce thyroid epithelial cell hyperplasia and fibrosis. J Immunol. 2011 Feb 15; 186 (4): 2655– 2662. doi: 10.4049/jimmunol.1002884.

11. Тишевская НВ, Шевяков СА, Захаров ЮМ. Влияние эритропоэтина и макрофагального колониестимулирующего фактора на пролиферативную активность эритроидных клеток в культурах эритробластических островков. Медицинский академический журнал. 2003; 3 (3): 67–72.

12. Gevorkyan NM, Tishevskaya NV, Bolotov AA. Effect of preliminary administration of total RNA of bone marrow cells on the dynamics of erythropoiesis recovery in rats after acute gamma irradiation. Bull Exp Biol Med. 2016 Sep; 161 (5): 670–673. [In Russ., English abstract]. doi: 10.1007/s10517-016-3494-z.

13. Крупаткин АИ, Сидоров ВВ. Функциональная диагностика состояния микроциркуляторно-тканевых систем. Колебания, информация, нелинейность. Руководство для врачей. М.: URSS, 2016; 496.

14. Тишевская НВ, Болотов АА, Захаров ЮМ. Математическое моделирование межклеточных взаимодействий в культуре эритробластических островков. Медицинский академический журнал. 2005; 5 (4): 50–59.

15. Кириллов ЮБ, Чумаченко АП, Аристархов ВГ, Потапов АА, Пантелеев ИВ. Ускоренный морфометрический метод определения функциональной активности щитовидной железы. Проблемы эндокринологии. 1994; 40 (4): 19–21. doi: 10.14341/probl12135.

16. Lin Y, Tang Y, Wang F. The Protective effect of HIF-1α in T lymphocytes on cardiac damage in diabetic mice. Ann Clin Lab Sci. 2016 Winter; 46 (1): 32–43.

17. Do Valle Duraes F, Lafont A, Beibel M, Martin K, Darribat K, Cuttat R et al. Immune cell landscaping reveals a protective role for regulatory T cells during kidney injury and fibrosis. JCI Insight. 2020 Feb 13; 5 (3): e130651. doi: 10.1172/jci.insight.130651.

18. Hu HF, Hsiu H, Sung CJ, Lee CH. Combining laserDoppler flowmetry measurements with spectral analysis to study different microcirculatory effects in human prediabetic and diabetic subjects. Lasers Med Sci. 2017 Feb; 32 (2): 327. doi: 10.1007/s10103-016-2117-2.

19. Sun PC, Kuo CD, Wei SH, Lin HD. Microvascular reactivity using laser Doppler measurement in type 2 diabetes with subclinical atherosclerosis. Lasers Med Sci. 2023 Feb 28; 38 (1): 80. doi: 10.1007/s10103-023-03737-x.