Апоптотические мононуклеарные клетки костного мозга ускоряют регенерационные процессы в печени после обширной резекции

Цель: на модели обширной резекции печени (ОРП) сравнить эффективность регенерационных процессов в печени при использовании апоптотических мононуклеарных клеток костного мозга (аМККМ) и интактных мононуклеарных клеток костного мозга (иМККМ) от здоровых животных.

Материалы и методы. Крыс-самцов породы Вистар (n = 77) с моделью ОРП (70–75%) разделили на 3 группы: группа 1 – контроль с однократным внутрибрюшинным введением физиологического раствора, группа 2 – с однократным внутрибрюшинным введением несортированных иМККМ в дозе 30–35 × 106 и группа 3 – с однократным внутрибрюшинным введением аМККМ в той же дозе. В динамике контролировали восстановление биохимических показателей функции и массы печени, а также возникающие микроструктурные изменения гепатоцитов в гистологических препаратах, оценивая митотическую активность гепатоцитов в течение первых 7–10 дней после ОРП.

Результаты. Установлено, что в группе 2 и в группе 3 по сравнению с группой 1 отсутствовала летальность после моделирования ОРП, а также имела место более быстрая нормализация биохимических показателей функции печени (к 10–14-м суткам). Митотическая активность гепатоцитов в группе 3 резко возрастала уже на 1-е сутки, и митотический индекс (МИ) в среднем составлял 14‰, достигая в отдельных экспериментах 20,9‰; в контроле к этому сроку МИ оставался на исходном уровне, а в группе 2 МИ составил только 3,2‰. В группе 3 отмечено также более быстрое восстановление массы печени после ОРП до исходных значений уже к 8–10-м суткам, тогда как в группе 2 – к 12–14-м суткам, а в группе 1 – к 17–20-м суткам. Было высказано предположение, что более выраженное повышение эффективности регенерационных процессов в печени после ОРП в группе 3 после применения аМККМ обусловлено высвобождением из этих клеток большого спектра образовавшихся паракринных факторов, в том числе различных классов молекул РНК, участвующих в регенерационном процессе.

Заключение. аМККМ обладают более эффективным адаптивным и регуляторным потенциалом по сравнению с иМККМ, т. к. ускоренно формируют в клетках поврежденной печени перестройки, обеспечивающие более раннее и мощное включение адресной регенерационной программы.

1. Lin CW, Chen YS, Lin CC, Chen YJ, Lee PH, Kuo PL et al. Amiodarone as an autophagy promoter reduces liver injury and enhances liver regeneration and survival in mice after partial hepatectomy. Sci Rep. 2015 Oct 30; 5: 15807. doi: 10.1038/srep15807.

2. Cheng Y, Wang B, Zhou H, Dang S, Jin M, Shi Y et al. Autophagy is required for maintenance of liver progenitor cell functionality. Cell Physiol Biochem. 2015; 36 (3): 1163–1174. https://doi.org/10.1159/000430287.

3. Lv H, Fan X, Wang L, Feng H, Ci X. Daphnetin alleviates lipopolysaccharide/d-galactosamine-induced acute liver failure via the inhibition of NLRP3, MAPK and NF-κB, and the induction of autophagy. Int J Biol Macromol. 2018 Nov; 119: 240–248. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.07.101.

4. Oami T, Watanabe E, Hatano M, Teratake Y, Fujimura L, Sakamoto A et al. Blocking liver autophagy accelerates apoptosis and mitochondrial injury in hepatocytes and reduces time to mortality in a murine sepsis model. Shock. 2018 Oct; 50 (4): 427–434. https://doi.org/10.1097/shk.0000000000001040.

5. Shen Y, Malik SA, Amir M, Kumar P, Cingolani F, Wen J et al. Decreased Hepatocyte Autophagy Leads to Synergistic IL-1β and TNF Mouse Liver Injury and Inflammation. Hepatology. 2020 Aug; 72 (2): 595–608. doi: 10.1002/hep.31209.

6. Ruart M, Chavarria L, Campreciós G, Suárez-Herrera N, Montironi C, Sergi Guixé-Muntet et al. Impaired endothelial autophagy promotes liver fibrosis by aggravating the oxidative stress response during acute liver injury. J Hepatol. 2019 Mar; 70 (3): 458–469. doi: 10.1016/j.jhep.2018.10.015.

7. Carvalho AB, Quintannilha LF, Dias AS et al. Bone marrow multipotent mesenchymal stem cells do not reduce fibrosis or improve function in a rat model of severe chronic liver injury. Stem Cells. 2008; 26: 1307–1314. https://doi.org/10.1126/science.284.5411.143.

8. Dai LJ, Li HY et al. The therapeutic potential of bone marrow-derived mesenchymal stem cells on hepatic cirrhosis. Stem Cell Res. 2009; 2 (1): 16–25. https://doi.org/10.1016/j.clinbiochem.2007.04.017.

9. Thum T, Bauersachs J, Poole-Wilson PA, Volk HD, Anker SD. The dying stem cell hypothesis: immune odulation as a novel mechanism for progenitor cell therapy in cardiac muscle. J Am Coll Cardiol. 2005; 46: 1799–1802. https://doi.org/10.1016/j.jacc.2005.07.053.

10. Ankersmit HJ, Hoetzenecker K, Dietl W et al. Irradiated cultured apoptotic peripheral blood mononuclear cells regenerate infarcted myocardium. Eur J Clin Invest. 2009; 39: 445–456. https://doi.org/10.1111/j.1365-2362.2009.02111.x.

11. Beer L, Mildner M, Gyöngyösi M, Ankersmit HJ. Peripheral blood mononuclear cell secretome for tissue repair. Apoptosis. 2016; 21: 1336–1353. doi 10.1007/s10495-016-1292-8.

12. Gnecchi M, Danieli P, Malpasso G, Ciuffreda MC. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cells in tissue repair. Methods Mol Biol. 2016; 1416: 123–146. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-3584-0_7.

13. Sirois I, Raymond MA, Brassard N et al. Caspase-3- dependent export of TCTP: a novel pathway for antiapoptotic intercellular communication. Cell Death Differ. 2011; 18: 549–562. https://doi.org/10.1038/cdd.2010.126.

14. Huang Q, Li F, Liu X et al. Caspase 3-mediated stimulation of tumor cell repopulation during cancer radiotherapy. Nat Med. 2011; 17: 860–866. https://doi.org/10.1038/nm.2385.

15. Beer L, Zimmermann M, Mitterbauer A et al. Analysis of the secretome of apoptotic peripheral blood mononuclear cells: impact of released proteins and exosomes for tissue regeneration. Sci Rep. 2015; 5: 16662. https://doi.org/10.1038/srep16662.

16. Gray M, Miles K, Salter D, Gray D, Savill J. Apoptotic cells protect mice from autoimmune inflammation by the induction of regulatory B cells. Proc Natl Acad Sci USA. 2007; 104: 14080–14085. https://doi.org/10.1073/pnas.0700326104.

17. Zhang M, Xu S, Han Y, Cao X. Apoptotic cells attenuate fulminant hepatitis by priming Kupffer cells to produce interleukin-10 through membrane-bound TGF-β. Hepatology. 2011; 53: 306–316. https://doi.org/10.1002/hep.24029.

18. Ельчанинов АВ, Фатхудинов ТХ. Регенерация печени млекопитающих: Межклеточные взаимодействия. М.: Наука, 2020; 126.

19. Онищенко НА, Фоменко ЕВ, Никольская АО, Гоникова ЗЗ, Шагидулин МЮ, Балясин МВ и др. К механизму активации восстановительных процессов в печени при использовании общей РНК клеток костного мозга. Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2020; XXII (3): 134–142.

20. Korf-Klingebiel M, Kempf T, Sauer T et al. Bone marrow cells are a rich source of growth factors and cytokines: implications for cell therapy trials after myocardial infarction. Eur Heart J. 2008; 29: 2851–2858. https://doi.org/10.1093/eurheartj/ehn456.

21. Потапнев МП. Аутофагия, апоптоз, некроз клеток и иммунное распознавание своего и чужого. Иммунология. 2014; 2: 95–102

22. Гоникова ЗЗ, Никольская АО, Кирсанова ЛА, Шагидулин МЮ, Онищенко НА, Севастьянов ВИ. Сравнительный анализ эффективности стимуляции процессов регенерации печени клетками костного мозга и общей РНК этих клеток. Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2019; 21 (1): 113–121.

23. Газизов ИМ, Гумерова АА, Киясов АП. Апоптоз в регенерационном гистогенезе печени после частичной гепатэктомии у крыс. Гены и клетки. 2015; 10 (3): 22–26.

24. Budd RC. Death receptors coupe to both cell proliferations and apoptosis. J Clin Jnvest. 2002 Fev 15; 109 (4): 437–442. doi: 10.1172/JCI15077.