Роль апоптотических клеток костного мозга при активации регенерационных процессов в печени

Цель. На модели адоптивного переноса изучить клеточные механизмы формирования начальной стадии регенерационных процессов в печени при внутрибрюшинном введении здоровому реципиенту апоптотических мононуклеарных клеток костного мозга (ККМ) донора после обширной резекции печени.

Материалы и методы. На крысах-самцах породы Wistar (n = 40) создавали модель адоптивного переноса здоровому реципиенту апоптотических ККМ (а-ККМ), изъятых у донора после обширной резекции печени. При проведении экспериментов животные были разделены на 5 групп. Четыре опытные группы с внутрибрюшинным введением реципиенту одинаковых доз: свежевыделенных ККМ (группа 1); ККМ, подвергнутых апоптозу в течение 48 часов путем хранения при t = 4–6 °C в растворе фосфатного буфера – PBS (группа 2) или в растворе Кустодиол HTK (группа 3); в группе 4 животным вводили PBS после хранения в нем ККМ. Контролем были животные с введением физиологического раствора (группа 5). Для выбора эффективных режимов индукции апоптоза ККМ, окрашенные 7AAD после инкубации в растворах, анализировали методом проточной цитометрии. Адресный перенос регенерационных сигналов реципиенту оценивали по митотической активности гепатоцитов в печени и канальцевого эпителия в почках, а также по интенсивности микроструктурных изменений в печени через 24, 48 и 72 часа после введения исследуемого материала.

Результаты. Инкубирование ККМ в PBS и HTK в течение 48 часов при t = 4–6 °C обеспечивает наиболее эффективное накопление а-ККМ в состоянии раннего апоптоза. Показано, что а-ККМ при адоптивном переносе сохраняют способность адресной передачи регуляторных сигналов в печень, поддерживаемых процессом аутофагии. Установлено, что а-ККМ (группы 2 и 3) по сравнению с нативными ККМ (группа 1) при адоптивном переносе усиливают регенерационный потенциал печени за счет выраженного повышения активности процессов аутофагии и направленной инфильтрации печени иммуномодулирующими мононуклеарными клетками.

Заключение. а-ККМ создают более прочную основу для выработки и осуществления адресной и эффективной регенерационной программы путем усиления процессов аутофагии и иммуномодулирующего воздействия на мононуклеарные клетки – переносчики регенерационных сигналов.

1. Бабаева АГ, Геворкян НМ, Зотиков ЕА. Роль лимфоцитов в оперативном изменении программы развития тканей. М.: Изд. РАМН, 2009. 107.

2. Бабаева АГ, Тишевская НВ, Геворкян НМ. О морфогенетических свойствах РНК лимфоидных и стволовых клеток при восстановительных процессах. М.: Рос. акад. наук, Науч.-исслед. ин-т морфологии человека, 2016. 272.

3. Тишевская НВ, Бабаева АГ, Геворкян НМ. Роль лимфоцитарных РНК в межклеточном информационном обмене и регуляции регенеративных процессов. Росс. физиол. журнал им. И.М. Сеченова. 2016; 102 (11): 1280–1301.

4. Carvalho AB Quintannilha LF, Dias AS et al. Bone marrow multipotent mesenchymal stem cells do not reduce fibrosis or improve function in a rat model of severe chronic liver injury. Stem Cells. 2008; 26: 1307–1314.

5. Dai LJ, Li HY et al. The therapeutic potential of bone marrow-derived mesenchymal stem cells on hepatic cirrhosis. Stem Cell Res. 2009; 2 (1): 16–25.

6. Hodgkinson CP, Bareja A, Gomez JA, Dzau VJ. Emerging concepts in paracrine mechanisms in regenerative cardiovascular medicine and biology. Circ Res. 2016; 118: 95–107.

7. Mansour S, Roy DC, Bouchard V et al. COMPARE-AMI trial: comparison of intracoronary injection of CD133+ bone marrow stem cells to placebo in patients after acute myocardial infarction and left ventricular dysfunction: study rationale and design. J Cardiovasc Transl Res. 2010; 3: 153–159.

8. Chen SL, Fang WW, Ye F et al. Effect on left ventricular function of intracoronary transplantation of autologous bone marrow mesenchymal stem cell in patients with acute myocardial infarction. Am J Cardiol. 2004; 94: 92–95.

9. Murry CE, Soonpaa MH, Reinecke H et al. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature. 2004; 428: 664–668.

10. Mirotsou M, Zhang Z, Deb A et al. Secreted frizzled related protein 2 (Sfrp2) is the key Akt-mesenchymal stem cell-released paracrine factor mediating myocardial survival and repair. Proc Natl Acad Sci. 2007; 104: 1643–1648.

11. Gnecchi M, Zhang Z, Ni A, Dzau VJ. Paracrine mechanisms in adult stem cell signaling and therapy. Circ Res. 2008; 103: 1204–1219.

12. Gnecchi M, Danieli P, Malpasso G, Ciuffreda MC. Paracrine mechanisms of mesenchymal stem cells in tissue repair. Methods Mol Biol. 2016; 1416: 123–146.

13. Korf-Klingebiel M, Kempf T, Sauer T et al. Bone marrow cells are a rich source of growth factors and cytokines: implications for cell therapy trials after myocardial infarction. Eur Heart J. 2008; 29: 2851–2858.

14. Fadok VA, Bratton DL, Konowal A, Freed PW, Westcott JY, Henson PM. Macrophages that have ingested apoptotic cells in vitro inhibit proinflammatory cytokine production through autocrine/paracrine mechanisms involving TGF-beta, PGE2, and PAF. J Clin Invest. 1998; 101: 890–898.

15. Thum T, Bauersachs J, Poole-Wilson PA, Volk HD, Anker SD. The dying stem cell hypothesis: immune odulation as a novel mechanism for progenitor cell therapy in cardiac muscle. J Am Coll Cardiol. 2005; 46: 1799–1802.

16. Kerr JF, Wyllie AH, Currie AR. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer. 1972; 26: 239–257.

17. Stark MA, Huo Y, Burcin TL, Morris MA, Olson TS, Ley K. Phagocytosis of apoptotic neutrophils regulates granulopoiesis via IL-23 and IL-17. Immunity. 2005; 22: 285–294.

18. Erwig LP, Henson PM. Immunological consequences of apoptotic cell phagocytosis. Am J Pathol. 2007; 171: 2–8.

19. Palmer E. Negative selection – clearing out the bad apples from the T-cell repertoire. Nat Rev Immunol. 2003; 3: 383–391.

20. Ren Y, Xie Y, Jiang G et al. Apoptotic cells protect mice against lipopolysaccharide-induced shock. J Immunol. 2008; 180: 4978–4985.

21. Gray M, Miles K, Salter D, Gray D, Savill J. Apoptotic cells protect mice from autoimmune inflammation by the induction of regulatory B cells. Proc Natl Acad Sci USA. 2007; 104: 14080–14085.

22. Zhang M, Xu S, Han Y, Cao X. Apoptotic cells attenuate fulminant hepatitis by priming Kupffer cells to produce interleukin-10 through membrane-bound TGF-β. Hepatology. 2011; 53: 306–316.

23. Sirois I, Raymond MA, Brassard N et al. Caspase-3- dependent export of TCTP: a novel pathway for antiapoptotic intercellular communication. Cell Death Differ. 2011; 18: 549–562.

24. Huang Q, Li F, Liu X et al. Caspase 3-mediated stimulation of tumor cell repopulation during cancer radiotherapy. Nat Med. 2011; 17: 860–866.

25. Beer L, Zimmermann M, Mitterbauer A et al. Analysis of the secretome of apoptotic peripheral blood mononuclear cells: impact of released proteins and exosomes for tissue regeneration. Sci Rep. 2015; 5: 16662.

26. Ankersmit HJ, Hoetzenecker K, Dietl W et al. Irradiated cultured apoptotic peripheral blood mononuclear cells regenerate infarcted myocardium. Eur J Clin Invest. 2009; 39: 445–456.

27. Beer L, Mildner M, Gyöngyösi M, Ankersmit HJ. Peripheral blood mononuclear cell secretome for tissue repair Apoptosis. 2016; 21: 1336–1353. doi 10.1007/s10495-016-1292-8.

28. Ельчанинов АВ, Фатхудинов ТХ. Регенерация печени млекопитающих: Межклеточные взаимодействия. М.: Наука, 2020. 126.

29. Mougel F, Bonnefoy F, Kury-Paulin S et al. Intravenous infusion of donor apoptotic leukocytes before transplantation delays allogeneic islet graft rejection through regulatory T cells. Diabetes Metab. 2012; 38: 531–537.

30. Lin CW, Chen YS, Lin CC, Chen YJ, Lee PH, Kuo PL et al. Amiodarone as an autophagy promoter reduces liver injury and enhances liver regeneration and survival in mice after partial hepatectomy. Sci Rep. 2015 Oct 30; 5: 15807. doi: 10.1038/srep15807.

31. Cheng Y, Wang B, Zhou H, Dang S, Jin M, Shi Y et al. Autophagy is required for maintenance of liver progenitor cell functionality. Cell Physiol Biochem. 2015; 36 (3): 1163–1174.

32. Газизов ИМ, Гумерова АА, Киясов АП. Апоптоз в регенерационном гистогенезе печени после частичной гепатэктомии у крыс. Гены и клетки. 2015; 10 (3):

33. –26.

34. Монголов ХП, Плеханов АН. Взаимосвязь апоптоза и регенерации печени при печеночной недостаточности после частичной гепатэктомии в эксперименте. Acta Biomedica Scientifica. 2009; 3: 203–206.

35. Онищенко НА, Фоменко ЕВ, Никольская АО, Гоникова ЗЗ, Шагидулин МЮ, Балясин МВ и др. К механизму активации восстановительных процессов в печени при использовании общей РНК клеток костного мозга. Вестник трансплантологии и искусственных органов. 2020; XXII (3): 134–142.

36. Saas P, Daguindau E, Perruche S. Concise review: apoptotic cell-based therapies-rationale, preclinical results and future clinical developments. Stem Cells. 2016; 34 (6): 1464–1473.

37. Notley CA, Brown MA, Wright GP, Ehrenstein MR. Natural IgM is required for suppression of inflammatory arthritis by apoptotic cells. J Immunol. 2011; 186: 4967–4972.

38. Ruart M, Chavarria L, Campreciós G, Suárez-Herrera N, Montironi C, Guixé-Muntet S et al. Impaired endothelial autophagy promotes liver fibrosis by aggravating the oxidative stress response during acute liver injury. J Hepatol. 2019 Mar; 70 (3): 458–469. doi: 10.1016/j.jhep.2018.10.015.

39. Shen Y, Malik SA, Amir M, Kumar P, Cingolani F, Wen J et al. Decreased Hepatocyte Autophagy Leads to Synergistic IL-1β and TNF Mouse Liver Injury and Inflammation. Hepatology. 2020 Aug; 72 (2): 595–608. doi: 10.1002/hep.31209.

40. Xue R, Yang J, Jia L, Zhu X, Wu J, Zhu Y, Meng Q. Mitofusin2, as a Protective Target in the Liver, Controls the Balance of Apoptosis and Autophagy in Acute-on-Chronic Liver Failure. Front Pharmacol. 2019 May 31; 10:601. doi: 10.3389/fphar.2019.00601.

41. Lv H, Fan X, Wang L, Feng H, Ci X. Daphnetin alleviates lipopolysaccharide/d-galactosamine-induced acute liver failure via the inhibition of NLRP3, MAPK and NF-κB, and the induction of autophagy. Int J Biol Macromol. 2018 Nov; 119: 240–248. doi: 10.1016/j.ijbiomac.2018.07.101.