Модель биомедицинского клеточного продукта для доклинических исследований на крупном лабораторном животном

Цель: разработать модель биомедицинского клеточного продукта, согласующуюся со стратегией «гомологичный препарат» на основе протоколов подготовки клеточной составляющей и скаффолда-носителя для доклинических исследований на крупном лабораторном животном (свинье). Материалы и методы. Биомедицинские клеточные продукты – эквиваленты кожи (ЭК) формировали с использованием криопреципитата плазмы крови здоровых доноров и мезенхимальных стволовых клеток (MSCs) жировой ткани человека. Для формирования модельных эквивалентов кожи (мЭК) использовали криопреципитат плазмы крови свиней и MSCs жировой ткани свиней. Наблюдение за состоянием клеток в культуре и в составе эквивалентов проводили с использованием методов светлого поля, фазового контраста (Leica DMI 3000B) и флуоресцентной микроскопии (имиджер Cytation 5; BioTek, USA). Скаффолды эквивалентов тестировали на цитотоксичность (МТТ-тест, метод прямого контакта). Характеристику плотности распределения клеток проводили авторским способом (Пат. № 2675376 РФ). Результаты. Разработан модельный эквивалент кожи (мЭК) для проведения доклинических исследований на крупном лабораторном животном (свинье). В мЭК замещены компоненты, переходящие из алогенных условий в ксеногенные при трансплантации животному. Представлен комплексный подход для подготовки мЭК, включающий забор первичного биоматериала свиньи, выделение и характеристику MSCs жировой ткани, подготовку скаффолда-носителя, соответствующего стратегии «гомологичный препарат». Проведена оценка цитотоксичности скаффолда мЭК. Показано, что мЭК обеспечивает аналогичную эквиваленту кожи (ЭК) механическую поддержку клеток и сопоставимое развитие клеточных событий при культивировании. Вывод. Разработана модель биомедицинского клеточного продукта, согласующаяся со стратегией «гомологичный препарат» для доклинических исследований на крупном лабораторном животном (свинье). Представлен комплексный подход, для разработки модельного эквивалента основанный на протоколах подготовки и тестирования клеточной составляющей, скаффолда-носителя и готового модельного эквивалента.

эквивалент кожи, скаффолд, мезенхимальные стволовые клетки, доклинические исследования, гомологичная модель

1. La Francesca S, Aho JM, Barron MR, Blanco EW, Soliman S, Kalenjian L et al. Long-term regeneration and remodeling of the pig esophagus after circumferential resection using a retrievable synthetic scaffold carrying autologous cells. Sci Rep. 2018; 8: 4123. doi: 10.1038/s41598-018-22401-x.

2. Lin C, Chiu P, Hsueh Y, Shieh S, Wu C, Wong T et al. Regeneration of rete ridges in Lanyu pig (Sus scrofa): Insights for human skin wound healing Short running title: Full-thickness wound healing in the Lanyu Pig. Exp Dermat. 2019; 4: 472–479. doi: 10.1111/exd.13875.

3. Davidson JM. Animal models for wound repair. Arch Dermatol Res. 1998; 290: S1–S11.

4. Hammond SA, Tsonis C, Sellins K, Rushlow K, Scharton- Kersten T, Colditz I, Glenn GM. Transcutaneous immunization of domestic animals: Opportunities and challenges. Adv Drug Deliv Rev. 2000; 43: 45–55. doi: 10.1016/S0169-409X(00)00076-4.

5. Wollina U, Berger U, Mahrle G. Immunohistochemistry of porcine skin. Acta Histochem. 1991; 90: 87–91. doi: 10.1016/S0065-1281(11)80166-2.

6. Sullivan TP, Eaglstein WH, Davis SC, Mertz P. Perspective article. The pig as a model for human wound healing. Wound Repair Regen Med. 2001; 9: 66–76.

7. Mair KH, Sedlak C, Käser T, Pasternak A, Levast B, Gerner W et al. The porcine innate immune system: An update. Dev Comp Immunol. 2014; 45: 321–343. doi: 10.1016/j.dci.2014.03.022.

8. Summerfield A, Meurens F, Ricklin ME. The immunology of the porcine skin and its value as a model for human skin. Mol Immunol. 2015; 66: 14–21. doi: 10.1016/j.molimm.2014.10.023.

9. Wang M, Yuan Q, Xie L. Mesenchymal Stem Cell-Based Immunomodulation: Properties and Clinical Application. Stem Cells Int. 2018: 1–12. doi: 10.1155/2018/3057624.

10. Егорихина МН, Левин ГЯ, Чарыкова ИН, Алейник ДЯ, Соснина ЛН. Пат. 2653434 РФ, МПК C12N 5/00. Способ создания биорезорбируемого клеточного скаффолда на основе фибрина плазмы крови. Заявка: 2017112424, 11.04.2017. Опубл. 08.05.2018; Бюл. № 13.

11. Семенычева ЛЛ, Астанина МВ, Кузнецова ЮЛ, Валетова НБ, Гераськина ЕВ, Таранкова ОА. Пат. 2567171 РФ, МПК C08H 1/06, A23J 1/04. Способ получения уксусной дисперсии высокомолекулярного рыбного коллагена. Заявка: 2014140300/13, 06.10.14. Опубл. 10.11.15; Бюл. № 31.

12. Егорихина МН, Левин ГЯ, Алейник ДЯ, Чарыкова ИН, Рубцова ЮП, Соснина ЛН, Давыденко ДВ. Скаффолд для замещения дефектов кожи на основе естественных биополимеров. Успехи современной биологии. 2018; 138 (3): 273–282. doi: 10.7868/S0042132418030055.

13. Егорихина МН, Чарыкова ИН, Алейник ДЯ. Пат. 2675376 РФ, МПК G01N 33/52. Способ количественного анализа клеточной составляющей скаффолда. Заявка: 2017125696, 17.07.2017; Опубл. 19.12.2018; Бюл. № 35.

14. Niemeyer P, Szalay K, Luginbühl R, Südkamp NP, Kasten P. Transplantation of human mesenchymal stem cells in a non-autogenous setting for bone regeneration in a rabbit critical-size defect model. Acta Biomater. 2010; 6: 900–908. doi: 10.1016/j.actbio.2009.09.007.

15. Chen Y, Liu H, Chang Y, Cheng Y, Mersmann HJ, Kuo W, Ding S. Isolation and Differentiation of Adipose-Derived Stem Cells from Porcine Subcutaneous Adipose Tissues. J Vis Exp. 2016; 109: e53886. doi: 10.3791/53886.

16. Jeon BG, Bharti D, Lee WJ, Jang SJ, Park JS, Jeong GJ, Rho GJ. Comparison of mesenchymal stem cells isolated from various tissues of isogenic minipig. Animal Cells Syst (Seoul). 2015; 19: 407–416. doi: 10.1080/19768354.2015.1089323.

17. Qu CQ, Zhang GH, Zhang LJ, Yang GS. Osteogenic and adipogenic potential of porcine adipose mesenchymal stem cells. In vitro Cell. Dev Biol Anim. 2007; 43: 95– 100. doi: 10.1007/s11626-006-9008-y.

18. Sondeen JL, De Guzman R, Amy Polykratis I, Dale Prince M, Hernandez O, Cap AP, Dubick MA. Comparison between human and porcine thromboelastograph parameters in response to ex vivo changes to platelets, plasma, and red blood cells. Blood Coagul Fibrinolysis. 2013; 24: 818–829. doi: 10.1097/MBC.0b013e3283646600.

19. Schmidt JA, Rinaldi S, Scalbert A, Ferrari P, Achaintre D, Gunter MJ et al. Plasma concentrations and intakes of amino acids in male meat-eaters, fish-eaters, vegetarians and vegans: A cross-sectional analysis in the EPICOxford cohort. Eur J Clin Nutr. 2016; 70: 306–312. doi: 10.1038/ejcn.2015.144.

20. Nascimento B, Goodnough LT, Levy JH. Cryoprecipitate therapy. Br J Anaesth. 2014; 113: 922–934. doi: 10.1093/bja/aeu158.

21. Lee MN, Hwang HS, Oh SH, Roshanzadeh A, Kim JW, Song JH et al. Elevated extracellular calcium ions promote proliferation and migration of mesenchymal stem cells via increasing osteopontin expression. Exp Mol Med. 2018; 50: 142. doi: 10.1038/s12276-018-0170-6.

22. Gharibi B, Hughes FJ. Effects of Medium Supplements on Proliferation, Differentiation Potential, and in vitro Expansion of Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells Transl Med. 2012: 771–782. doi: 10.5966/sctm.2010-0031.

23. Caliari SR, Burdick JA. A practical guide to hydrogels for cell culture. Nat Methods. 2016; 13: 405–414. doi: 10.1038/nmeth.3839.

24. Lee KY, Mooney DJ. Hydrogels for tissue engineering. Chem Rev. 2001; 101: 1869–1879. doi: 10.1021/cr000108x.

25. Sadeghi-Ataabadi M, Mostafavi-pour Z, Vojdani Z, Sani M, Latifi M, Talaei-Khozani T. Fabrication and characterization of platelet-rich plasma scaffolds for tissue engineering applications. Mater Sci Eng C Mater Biol Appl. 2017; 71: 372–380. doi: 10.1016/j.msec.2016.10.001.

26. Weisel JW, Nagaswami C. Computer modeling of fibrin polymerization kinetics correlated with electron microscope and turbidity observations: clot structure and assembly are kinetically controlled. Biophys J. 1992; 63: 111–128. doi: 10.1016/S0006-3495(92)81594-1.

27. Shpichka AI, Koroleva AV, Deiwick A, Timashev PS, Semenova EF, Moiseeva IY et al. Evaluation of the vasculogenic potential of hydrogels based on modified fibrin. Cell tissue biol. 2017; 11: 81–7. Available from: http://link.springer.com/10.1134/S1990519X17010126.

28. Subhan F, Ikram M, Shehzad A, Ghafoor A. Marine Collagen: An Emerging Player in Biomedical applications. J Food Sci Technol. 2015; 52: 4703–4707. doi: 10.1007/s13197-014-1652-8.

29. Lausch AJ, Chong LC, Uludag H, Sone ED. Multiphasic Collagen Scaffolds for Engineered Tissue Interfaces. Adv Funct Mater. 2018; 28: 1–9. doi: 10.1002/adfm.201804730.